TEMA 6: LA TRANSFERENCIA DE INFORMACIÓN

 

 

1. Introducción

 

En 1953 J.D. Watson y F.H.C. Crick postularon la estructura de doble hélice del ADN. Dicha estructura era acorde con la equivalencia molar de bases y con los diagramas de rayos X característicos del ADN. Pero además indicaron la existencia de un mecanismo sencillo por medio del cual la información podía pasar de las células progenitoras a las células hijas.

La hipótesis pronto fue desarrollada y extendida, hasta llegar a lo que Crick denominó dogma central de la Genética Molecular: la información genética fluye del ADN al ARN y de éste a las proteínas. Posteriormente este enunciado ha sido modificado de la siguiente forma:

 

 

2. Replicación del ADN

 

a) Replicación semiconservadora del ADN: experimento de Meselson-Stahl

 

Desde el punto de vista genético, la característica más sobresaliente de la hipótesis de Watson y Crick acerca de la estructura en doble hélice del ADN, era que las dos hebras del ADN eran complementarias, y que la replicación de cada una de ellas da lugar a dos moléculas de ADN dúplex, cada una de las cuales contiene una hebra del ADN progenitor. Es lo que denominamos replicación semiconservadora. Pero existen otras dos posibilidades de replicación por las cuales obtendríamos dúplex de ADN hijos iguales a los del progenitor: la conservadora y la dispersora:

Meselson y Stahl trabajaron con E. coli y demostraron que su ADN se replicaba por el mecanismo semiconservador propuesto por Watson y Crick:

1) Cultivaron E. coli (varias generaciones) en un medio cuya única fuente de N era NH₄Cl marcado con el isótopo pesado N¹⁵.

2) Continuaron el cultivo de esas E. coli marcadas con N¹⁵ en un medio con N¹⁴-NH₄Cl normal como única fuente de N (varias generaciones).

3) Extrajeron ADN de las muestras y determinaron la densidad de flotación por centrifugación en gradientes de densidad de CsCl.

Sólo encontraron ADN con densidad de flotación media (una hebra pesada y otra ligera) o con densidad de flotación baja (dos hebras ligeras de nueva síntesi: la replicación era, pues, semiconservadora.

 

b) Replicación del ADN

 

Los estudios realizados acerca de la replicación del ADN se deben al descubrimiento (en 1956, por Arthur Kornberg y cols.) de la enzima ADN-polimerasa I. La ADN-polimerasa I de E. coli cataliza la síntesis de los polímeros de ADN a partir de los cuatro desoxirribonucleósidos-5'-trifosfato, en presencia de Mg²⁺ y con eliminación de pirofosfato:

dNTP + (dNMP)_n W (dNMP)_n+1 + PP_i

 

El crecimeinto de la cadena se realiza en dirección 5' ===> 3'.

El ADN de doble hebra intacto no ceba la reacción, a no ser que contenga mellas en alguna de sus dos hebras.

La enzima construye una hebra de ADN complementaria a la hebra patrón, como se muestra por el análisis de la composición de bases.

Además, otros análisis han mostrado que la polaridad de la nueva hebra es opuesta a la de la hebra patrón, es decir, que se trata de una hebra antiparalela.

La ADN-polimerasa I presenta además 2 actividades exonucleásicas (3'==>5' y 5 ==>3'), que ejercen funciones de "corrección de pruebas", al eliminar nucleótidos no apareados.

En la síntesis de ADN interviene además otra enzima: la ADN-ligasa. Esta enzima repara las mellas que pueden existir en las hebras de ADN. La ADN-ligasa puede unir los extremos de 2 cadenas de ADN si son los dúplex de una misma hebra complementaria.

Los mutantes deficientes en ADN-polimerasa I condujeron al descubrimiento de las ADN-polimerasas II, III y III*. Ésta, junto con la proteína copolimerasa III*, constituye la forma responsable de la replicación del ADN, mientras que la ADN-polimerasa I funciona como auxiliar, así como en la reparación del ADN.

Okazaki encontró que ambas hebras del ADN se replican formando cortos fragmentos, de hasta 2000 restos nucleotídicos, los cuales se unen por acción de una ADN-ligasa. Esos fragmentos se denominan fragmentos de Okazaki.

La replicación del ADN requiere la participación de proteínas desenrolladoras y destorcedoras. Además, dicha replicación necesita ser cebada por la acción de la ARN-polimerasa-ADN-dirigida, que fabrica unos cortos tramos de ARN cebadores sobre los que se construye el ADN; posteriormente, los ARN cebadores son escindidos y eliminados.

Mientras que en los procariotas los fragmentos de Okazaki son de 1000 a 2000 nucleótidos, en los eucariotas son mucho más cortos (de 100 a 150 nucleótidos).

La hipotética secuencia de etapas en la replicación del ADN quedaría así:

 

1) Reconocimiento del punto de iniciación.

2) Desenrollamiento del ADN.

3) Cebado por el ARN (de 50 a 100 restos) gracias a la acción de una ARN-polimerasa-ADN-dirigida.

4) Formación de ADN sobre los ARN cebadores.

5) Eliminación de los ARN cebadores.

6) Unión de los fragmentos de ADN: primero, las brechas que quedan entre los fragmentos de Okazaki se rellenan por acción de la ADN-polimerasa I, y los terminales 5' y 3' se

"sueldan" por acción de la ADN ligasa.

 

El ADN puede también ser sintetizado por la ADN-polimerasa-ARN-dirigida o transcriptasa inversa, presente en algunos virus de ARN cancerígenos así como en células normales.

 

 

3. Transcripción: biosíntesis del ARN

 

Los ARN son sintetizados por la ARN-polimerasa-ADN-dirigida a partir de los ribonucleósidos-5'-trifosfato.

La ARN-polimerasa cataliza la reacción, que se produce en presencia de Mg²⁺ y produce pirofosfato:

NTP + (NMP)_n ====> (NMP)_n+1 + PP_i

El funcionamiento de la ARN-polimerasa es similar al de la ADN-polimerasa, pero no necesita cebador. Desarrolla el proceso de síntesis en sentido 5' ===> 3'.

Se ha comprobado que in vivo sólo se transcribe un ahebra de ADN.

La ARN-polimerasa requiere factores especiales para el reconocimiento del punto de iniciación. El primer nucleósido-5'-trifosfato o nucleótido iniciador es siempre el ATP o el GTP y se fija a la polimerasa para formar el complejo de iniciación.

Los ARN-m son modificados por el acoplamiento de una larga cola de poli A a su extremo 3'.

Los ARN-r se generan a partir de una larga cadena precursora que finalmente es escindida para dar lugar a los ARN acabados.

A partir de un solo gen pueden ser transcritas muchas cadenas de ARN simultáneamente.

El aspecto que presentan los genes nucleolares de un huevo de anfibio, que codifican el ARN-r, aparece reflejado en el siguiente dibujo:

 

Cada gen experimenta transcripción en ARN-r y forma unas 100 hebras de éste simultáneamente y a medida que las moléculas de ARN-polimerasa se deslizan a lo largo del gen.

Por último hay que añadir que existen unas ARN-polimerasas-ARN-dirigidas, también conocidas por ARN-replicasas, que se forman en células bacterianas infectadas por virus-ARN.

La ARN-replicasa requiere ARN como patrón y no funciona con el ADN. Pero además, en contraste con las ADN- y las ARN-polimerasas, las ARN-replicasas exhiben especificidad de patrón (la ARN-replicasa inducida por el virus Qβ puede utilizar como patrón solamente el ARN del propio virus: no replica los ARN de la célula huésped).

 

 

4. Traducción: biosíntesis de proteínas

 

a) Descripción y localización de los ribosomas

 

Los ribosomas son orgánulos de muy pequeña dimensión (unos 180 Å en procariotas y 200-220 Å en eucariotas), formados por ribonucleoproteínas, y presentes en todos los tipos de células ya que son esenciales en la biosíntesis de proteínas.

Están formados por ARN-r y proteínas (60-65% de ARN-r y 35-40% de proteinas).

Son diferentes los ribosomas de células procarióticas y los de células eucarióticas. Aunque en ambos casos están constituidos por 2 subunidades desiguales -una grande y otra pequeña- que permanecen establemente unidas cuando en el medio hay una concentración relativamente elevada de Mg²⁺.

Hay que recordar que los ribosomas mitocondriales y los cloroplastidiales se asemejan por sus características a los de procariotas:

Los ribosomas procarióticos (70 S) pueden encontrarse libres en el citoplasma o asociados en forma de rosarios llamados polirribosomas o polisomas (constituidos por cierto número de ribosomas unidos a una única molécula de ARN-m durante la síntesis de proteinas).

Los ribosomas eucarióticos (80 S) pueden encontrarse libres en el citoplasma o como polirribosomas, igual que los de procariotas. Pero también aparecen unidos a la superficie del retículo endoplasmático rugoso, y en el núcleo celular (donde son sintetizados).

Por último, los ribosomas aparecen en el interior de cloroplastos y de mitocondrias de las células eucarióticas. Pero estos ribosomas presentan un coeficiente de sedimentación similar al de los ribosomas procarióticos (70 S).

 

b) La síntesis de proteínas

 

Para estudiar el proceso de biosíntesis proteica, reconocemos 3 etapas: iniciación, prolongación y terminación.

Previamente a estas 3 etapas se producirá la síntesis de los aminoacil-ARN-t.

Se sabe que algunas de las proteínas de los ribosomas tienen una función catalítica. La función del ARN-r no está todavía clara. Pero parece que el conjunto de ARN-r-proteínas que constituye los ribosomas actúa como un sistema mecano-químico que podemos incluir en el mismo tipo de bioestructuras que la actomiosina del músculo y los microtúbulos de los flagelos eucarióticos.

Estudiaremos el proceso de traducción en procariotas y señalaremos después las diferencias con la traducción en eucariotas.

 

*Síntesis de los aminoacil-ARN-t

 

Previamente a la síntesis polipeptídica está la de los aminoacil-ARN-t a partir de aminoácidos y ARN-t por acción de aminoacil-ARN-t sintetasas, cada una de las cuales es estrictamente específica de un aminoácido y de su correspondiente ARN-t. La reacción que catalizan es:

 

aminoácido + ARN-t + ATP ======> aminoacil-ARN-t + AMP + PP_i

 

La estructura general de los aminoacil ARN-t resultantes es la siguiente:

 

*Iniciación de las cadenas polipeptídicas

 

La traducción de los codones de ARN-m se desarrolla en sentido 5'==>3'.

Dentro del ribosoma (en la subunidad mayor) se conocen 2 centros: 1) el centro peptidilo (o centro P) y 2) el centro aminoacilo (o centro A).

En procariotas, la síntesis de todas las proteínas comienza con el aminoácido metionina, codificado por el codón de iniciación AUG. No entra como metionil-ARN-t sino como N-formil-metionil-ARN-t.

Durante la síntesis proteica se da una continua disociación de los ribosomas 70 S en sus subunidades 50 S y 30 S, y una también continuada reasociación de las subunidades para dar ribosomas intactos.

Esto se debe a que los ribosomas 70 S tienen que disociarse para que pueda empezar la síntesis. El ARN-m y el aminoacil-ARN-t no pueden unirse directamente a los ribosomas 70 S, sino que primero se unen a las subunidades 30 S, las cuales se combinan entonces con las 50 S.

Es un proceso que comprende múltiples etapas y requiere la participación de 3 proteínas específicas, denominadas factores de iniciación (IF-1, IF-2 e IF-3, de peso molecular aproximado: 9000, 65000 y 21000, respectivamente).

En primer lugar la subunidad 30 S forma un complejo con el IF-3, que entonces se une al ARN-m. A este complejo se le suma una molécula de IF-1.

Entonces el f-Met-ARN-t y GTP se unen al IF-2 y el complejo resultante se enlaza al anterior (sub. 30 S, IF-3, ARN-m e IF-1), con lo que se forma el complejo de iniciación.

Después, el complejo de iniciación se combina con la subunidad 50 S y forma el ribosoma 70 S funcional. En este proceso se hidroliza el GTP a GDP + Pi, y los 3 factores de iniciación (IF-1, IF-2 e IF-3) se disocian del ribosoma.

 

*Prolongación

 

Tiene 3 etapas:

 

a) Unión del aminoacil-ARN-t entrante: en la primera etapa se une el aminoacil-ARN-t entrante al centro aminoacilo (centro A) del complejo ribosómico 70 S completo:

 

*Combinación del GTP con una proteína específica: factor de prolongación T (EF-T) que tiene 2 subunidades, una de las cuales se desprende.

 

*Combinación del complejo EF-T-GTP con el aminoacil-ARN-t.

 

*Combinación del complejo ternario con el ribosoma, de forma que el aminoacil-ARN-t se une -por el centro A- con su anticodón al codón correspondiente del ARN-m por puentes de H. En este paso el GTP se hidroliza a GDP + Pi. Sale el complejo EF-T-GDP del ribosoma.

 

b) Formación del enlace peptídico: entre el grupo amino del aminoacil-ARN-t entrante en la etapa anterior y el carboxílico del f-Met-ARN-t, se establece un enlace peptídico. Esta reacción es catalizada por la peptidil transferasa presente en la subunidad 50 S del ribosoma.

El producto es un dipeptidil-ARN-t unido al centro A, mientras que el ARN-t descargado o libre permanece unido al centro P. La energía del enlace peptídico no se obtiene de ATP ni de GTP. Parece que se consigue de la ruptura del enlace éster de la N-f-Met con su ARN-t.

Un proceso similar sucede en cada ciclo de la prolongación.

 

c) Transposición: el ribosoma se traslada al nuevo codón del ARN-m y simultáneamente cambia el peptidil-ARN-t desde el centro A al centro P.

Este proceso -complejo- de transposición se verifica según una secuencia de etapas bien definida. Se requiere una proteina específica denominada factor de prolongación G (EF-G) y GTP.

 

1) Se une EF-G a GTP, y el complejo EF-G-GTP al ribosoma.

2) Se hidroliza el GTP a GDP + Pi y con esa energía se traslada el ribosoma al nuevo codón, y cambia el peptidil-ARN-t del centro A al centro P.

 

 

*Terminación de la cadena polipeptídica

 

La terminación de las cadenas polipeptídicas está señalizado por uno de los tres codones especiales de terminación en el ARN-m.

Cuando se ha unido ya el último aminoácido del polipéptido, éste se encuentra todavía unido por el grupo carboxilo terminal al ARN-t situado en el centro A del ribosoma.

Intervienen entonces 3 proteinas específicas denominadas factores de liberación (R₁, R₂ y R₃).

 

a) Los factores se unen al ribosoma y provocan un desplazamiento del polipeptidil-ARN-t desde el centro A al centro P.

b) A continuación se hidroliza el enlace éster con el ARN-t terminal -según parece, por acción de la peptidil transferasa- de forma que queda la cadena polipeptídica libre.

 

c) Una vez liberado el polipéptido, el último ARN-t y el ARN-m abandonan el ribosoma. El ribosoma 70 S libre se puede disociar en sus subunidades 50 S y 30 S por intervención de uno de los factores de iniciación específicos y empezar una nueva síntesis polipeptídica.

 

 

c) Diferencias entre la biosíntesis de polipéptidos en células eucarióticas y en células procarióticas

 

El aminoácido iniciador en eucarióticas es metionina (en procarióticas era N-formil-metionina).

En ribosomas eucarióticos los factores de prolongación son EF₁ y EF₂ (no EF-T_U y EF-T_S de procarióticos).

 

 

d) Regulación de la síntesis de proteínas

 

Al estudiar el flujo de información desde el ADN a las proteínas, nos planteamos el modo que tiene la célula de regular la síntesis proteica de forma que se sinteticen las clases de proteínas correctas y en el número adecuado de ejemplares de cada una. Así, en un ser tan elemental como la bacteria E. coli, que presenta unas 3.000 proteínas diferentes: 1) al tener cada célula unos 15.000 ribosomas, podemos decir que de cada una de las 50 ó más proteínas ribosómicas habrá unas 15.000 moléculas; 2) de algunas enzimas de la vía glucolítica pueden encontrarse por lo menos 100.000 ejemplares; 3) de la enzima β-galactosidasa se hallan sólo unos 5 ejemplares por célula. De esta forma, la bacteria tiene el adecuado número de enzimas para mantener las actividades fundamentales de autogobierno, y economiza el empleo de aminoácidos para la síntesis de enzimas que utilizará menos.

En los organismos eucariotas, la regulación de la síntesis de proteínas tiene otro papel fundamental: constituir el vehículo de diferenciación de las células, ya que los distintos tipos de células de los organismos superiores poseen diversas ultraestructuras, distinta composición molecular y diferentes funciones biológicas (y algo similar sucede con los tejidos que constituyen).

La biosíntesis proteica se encuentra regulada, `por lo menos, a dos niveles distintos: el control de transcripción (regulación de la transcripción de ADN para producir un ARN-m que codifique para una determinada proteína o conjunto de proteínas); y el control de traducción (regulación de la iniciación y de la velocidad de síntesis de las cadenas polipeptídicas).

Actualmente se admite la existencia de dos tipos de enzimas -y con ellos, también de proteínas- que difieren en su estado natural y en su concentración bajo distintas condiciones metabólicas: las enzimas constitutivas y las inducibles.

Las enzimas constitutivas son las que se forman a velocidades constantes y en cantidades también constantes, independientemente de cuál sea el estado metabólico del organismo. Forman parte de la maquinaria básica y permanente de la célula. Un ejemplo de enzimas constitutivas son las enzimas de la vía glucolítica.

Las enzimas inducibles se encuentran normalmente en cantidades muy pequeñas, pero pueden aumentar su concentración hasta mil veces o más cuando se hallan en presencia de su sustrato (particularmente cuando dicho sustrato es la única fuente de C de la célula). Un ejemplo de enzima inducible es el de la β-galactosidasa: las células del tipo salvaje de E. coli no utilizan lactosa si hay glucosa disponible (por eso sólo contienen unas cinco moléculas de β-galactosidasa, suficientes para hidrolizar la lactosa a glucosa + galactosa); pero si se ponen esas células en un medio cuya única fuente de C sea la lactosa, inicialmente no pueden aprovecharla, pero al cabo de uno o dos minutos reaccionan sintetizando β-galactosidasa en grandes cantidades, de hasta 5.000 moléculas por célula. Si a continuación las células inducidas se transfieren a un medio con glucosa pero no lactosa, la síntesis de β-galactosidasa cesa inmediatamente y la actividad galactosidásica disminuye rápidamente hasta su bajo nivel normal. La inducción enzimática hace posible la economía del uso de aminoácidos y de energía disponible: las enzimas inducibles se sintetizan sólo cuando se necesitan.

A veces una secuencia completa de enzimas es inducida en grupo (inducción coordinada), o reprimida como grupo (represión coordinada). Los conjuntos de genes para tales grupos de enzimas se denominan operones. Cada operón contiene, además de los genes estructurales de las enzimas cuya síntesis controla, un gen regulador (que codifica para una proteína represora) y un gen operador. La proteína represora normalmente está unida al gen operador y evita la transcripción de los genes estructurales. Pero en presencia del sustrato de la enzima inducible, el sustrato se une a la molécula represora y libera así al operador, con lo que los genes estructurales quedan disponibles para la transcripción. Todo esto ha sido estudiado en el operón lac, que controla la síntesis de la β-galactosidasa y de otras dos enzimas relacionadas en E. coli.

Aunque el mecanismo explicado ahora actúa en la transcripción, y así sucede con la mayoría de los mecanismos de regulación de la expresión genética (y resulta eficaz, pues la vida media de los ARN-m bacterianos es de unos 2 minutos), se cree que en ciertas circunstancias también se da una regulación que actúa sobre la traducción.

La regulación de la expresión genética en eucariotas es mucho más compleja, ya que: muestran inducción enzimática en presencia de sustratos específicos y de ciertas hormonas; intervienen mediadores como el AMP cíclico y el GMP cíclico; y tienen operones complejos.

 

 

5. El código genético

 

Partiendo únicamente de consideraciones matemáticas, hace ya mucho tiempo se consideró la posibilidad de que cada aminoácido estuviera codificado por un pequeño número de nucleótidos consecutivos de la cadena de ADN. Como los nucleótidos que se combinan en el ADN son solamente 4 (A, G, C y T), y los aminoácidos proteinogenéticos son 20, se necesitaría más de un nucleótido para codificar cada aminoácido. Y más de 2, puesto que el número de variaciones con repetición a las que darían lugar esos nucleótidos tomados de 2 en 2 (es decir, el número de ordenaciones diferentes formadas por 2 nucleótidos) sería sólo 4² = 16. Por eso se concluyó que los vocablos del código de los aminoácidos eran tripletes de nucleótidos. Esta conclusión fue confirmada posteriormente mediante experimentos bioquímicos directos realizados con ribosomas.

El número de tripletes diferentes posibles es de 4³ = 64. Como son 20 los aminoácidos posibles, el código aminoácido es degenerado: tiene múltiples vocablos de código para todos los aminoácidos, con excepción del Trp y la Met. La degeneración reside, generalmente, en la tercera posición de su codón, esto es, en su extremo 3': el nucleótido de esta posición es mucho menos específico que el primero y que el segundo.

 

La iniciación de la cadena empieza en el codón AUG, que codifica a la N-formilmetionina, iniciadora en los procariotas, y a la metionina iniciadora en los eucariotas.

Los tripletes UAA, UAG y UGA no codifican a ningún aminoácido, pero constituyen señales de terminación de cadena: probablemente el UAA sea el terminador de cadena normal.

Los codones se leen a lo largo de la cadena del ARN-m en sentido 5' ==> 3'.

Actualmente se considera que los vocablos del código genético que hemos visto antes son biológicamente universales. El código genético es, casi con toda certeza, universal.

La poca especificidad que hemos descrito para el tercer nucleótido de los tripletes y la degeneración del código genético ha dado pie a diversas hipótesis acerca de la evolución del código genético. Una de esas hipótesis, por ejemplo, plantea la posibilidad de un código de dobletes inicial seguido de "comas" que con el tiempo pasarían a ser símbolos del código para permitir así la codificación de más aminoácidos; esta hipótesis está de acuerdo con la degeneración y la vacilación de la posición tercera del código de tripletes actual.